Помоги проекту - поделись книгой:
Так как E. Jawetz и K. Meyer испытывали лишь цитратную плазму, D. M. Eisler [1961; цит. по Домарадскому И. В., 1966] изучил процесс свертывания более подробно. В итоге он установил следующее: 1) авирулентный штамм чумного микроба А1122 свертывал неразведенную плазму крови человека, стабилизированную цитратом или оксалатом, и не вызывал этого эффекта в гепаринизированной плазме; 2) разведенная цитратная плазма (1:10) также подвергается свертыванию, хотя и менее полному и в более поздние сроки, чем неразведенная плазма, в то время как разведенная оксалатная плазма не коагулировала вовсе;3) наибольшей коагулазной активностью отличались культуры чумного микроба, выращенные на сердечно-мозговом бульоне; 4) оптимальной являлась концентрация цитрата, равная 2 мг на 1 мл плазмы; 5) коагулазная активность свойственна только микробным клеткам; в фильтратах бульонных культур она не обнаруживается.16
Помимо штамма А1122, коагулазная активность была констатирована D. M. Eisler у 23 штаммов чумного микроба, но какой-либо связи её с вирулентностью отметить не удалось.
Поскольку фибринолитическая и плазмокоагулирующая активность чумного микроба направлена на один и тот же субстрат, представлялось интересным исследовать взаимосвязь между этими видами активности у различных штаммов чумного микроба. Для этой цели нами была использована в основном цитратная плазма человека, кролика и морской свинки [Домарадский И. B. и др., 1963б]. Всего для опытов было взято 116 фибринолитически активных и 57 неактивных штаммов чумного микроба различного происхождения, сроков хранения и вирулентности. Результаты наших опытов широко известны. Поэтому останавливаться подробно на них мы не будем. Однако на данных следует заострить внимание.
Прежде всего, важно подчеркнуть, что фибринолитическая активность чумного микроба всегда сопровождается его способностью коагулировать плазму и наоборот. Раньше это было довольно трудно понять, но теперь, спустя годы, объяснение нашлось: ведь тот и другой признак чумного микроба кодируется одним и тем же геном pla плазмиды Pst. Благодаря этому стали понятны еще два факта, а именно причина одновременной утраты обоих признаков и характер связи их с вирулентностью чумного микроба. Более того, сейчас мы уже можем объяснить отсутствие фибринолизин-коагулазной системы у полевочьих штаммов чумного микроба из закавказского высокогорного очага чумы, отличающихся "избирательной вирулентностью".
Данные о том, что ген pla кодирует синтез фибринолизин-коагулазной системы чумного микроба недавно послужил поводом для очень интересной гипотезы. По мнению K. A. McDonough и S. Falkow [1989], продукт гена pla является одним и тем же белком, а появление у него той или иной активности осуществляется на посттрансляционном уровне и зависит от температуры среды: появлению коагулазной активности способствует температура ниже 25 (С, а фибринолитической (выше 30 (С. Авторы не исключают, что альтернативные формы продукта гена pla необходимы микробу для блокообразования у блох, связанного со свертыванием крови, и заражения животных, при котором сгусток должен лизироваться. К сожалению, ни Г. А. Яромюк, ни другим исследователям расшифровать механизм свертывания плазмы чумным микробом не удалось. Сама же Г. А. Яромюк усматривала некоторое сходство между этим процессом и тем, который наблюдается при наличии коагулазопозитивных стафилококков. Если бы это подтвердилось, то можно было бы говорить о чумной коагулазе, как о своего рода активаторе протромбина или аналоге тканевых тромбопластинов.
Наконец, следует подчеркнуть, что фибринолизин-коагулазная система чумного микроба неразрывно связана с его способностью образовывать пестицин 1, что впервые было установлено Е. Г. Кольцовой. Ей же, как указывалось выше, принадлежит заслуга передачи всех трех признаков от чумного микроба кишечной палочке.
3.9. Принципы лабораторной диагностики чумы
При исследовании любого подозрительного материала применяют микроскопию, посевы на питательные среды и постановку биопроб, а для поисков больных чумной грызунов в природе и для ретроспективной диагностики чумы (в том числе у людей) (серологические методы (см. раздел 4.6). Для идентификации применяют разнообразные методы, позволяющие возможно полнее охарактеризовать выделенную культуру.
Микроскопия до сих пор не утратила своей ценности. Во время вспышек среди людей или эпизоотий он часто даёт возможность поставить предварительный диагноз по наличию в мазках биполярно окрашенных микробных клеток (рис. 6 и 7). Для этого лучше всего окрашивать мазки синью Лёффлера или краской Wayson. Очень важно, чтобы мазки готовили и фиксировали как можно быстрее после взятия материала. Иначе биполярная окраска становится менее заметной. Кстати, биполярно окрашиваются клетки не только чумного микроба, но и некоторых других грамотрицательных бактерий, например, Pasteurella multocida [Домарадский И. В., 1971], а потому при массовых исследованиях грызунов и блох на чуму нецелесообразно применять "классическую" микроскопию [Голубинский Е. П. и др., 1989].
Заслуживает внимания флюоресцентно-серологический метод, обладающий высокой чувствительностью, а подчас и специфичностью (особенно в непрямом варианте). Однако для его осуществления необходимы люминесцентный микроскоп и надлежащие диагностикумы. Последние представляют собой меченные флюоресцеин-изотиоционатом натрия кроличьи антитела к капсульному антигену чумного микроба (для прямого варианта) или немеченные антитела к капсульному антигену и меченые антикроличьи иммуноглобулины (для непрямого варианта). Как и при обычной окраске, чумной микроб выявляется в мазках, приготовленных из материала от больных, из органов животных или эктопаразитов, но только результаты при этом оценивают по яркости люминесценции. Специфичным считается свечение с яркостью в 4 или 3 "плюса".
К числу недостатков флюоресцентно-серологического метода следует отнести его ненадежность в случае атипичных штаммов. От этого недостатка A. Phillips и соавт. [1988] пытались избавиться путем замены поликлональных антител моноклональными (в прямом варианте), однако свечение оказалось очень слабым. В то же время П. И. Анисимов и соавт. [1983] утверждают, что моноклональные антитела выявляют только чумной микроб и "не реагируют в рабочем разведении с близкородственными в антигенном отношении бактериями" (даже в прямом варианте).
В настоящее время люминесцентный метод используется лишь в стационарных условиях, когда есть возможность предварительно подращивать уже изолированные культуры при температуре 37 (С, от чего метод теряет "экспрессность" и превращается в один из способов идентификации.
Исследование материала путем посевов остается основным способом диагностики чумы, но эффективность этого метода во многом зависит от качества питательных сред. Поэтому надежнее всего использовать стандартные питательные среды.
Из числа питательных сред при анализах на чуму рекомендуется применять питательный агар типа Хоттингера или Мартена, кровяной агар или агар из настоя бычьего сердца и соответствующие бульоны [Наумов А. В., Самойлова Л. В., 1992; Bahmanyar C., Cavanaugh D. С., 1976]. Кроме того, особенно в полевых условиях, ВОЗ рекомендует дезоксихолатный агар, так как при этом не требуется стерилизации и чумной микроб может быть изолирован даже при комнатной температуре.
Для повышения "чувствительности" плотных питательных сред в качестве стимуляторов роста чумного микроба часто добавляют гемолизированную кровь и сульфит натрия, а для подавления посторонней микрофлоры (протея и некоторых других бактерий) (геницианвиолет или борную кислоту [Туманский В. М., 1958; Николаев Н. И., 1968; Апарин Г. П., Голубинский Е. П., 1989]. Если же в исследуемом материале предполагается наличие бактериофага, могущего помешать выделению Y. pestis, то посевы производят на плотные среды с антифаговой сывороткой (2 капли сыворотки тщательно растирают по поверхности агара).
Обычно загрязненный материал (мокрота, пунктаты из бубонов, кусочки органов от трупов и грызунов и пр.) наносят на плотные среды, поскольку в жидких средах чумной микроб не выдерживает конкуренции с посторонней микрофлорой. В жидкие среды засевают только кровь, взятую с соблюдением правил асептики; при этом соотношение объема крови и бульона должно быть не менее 1:10.
Посевы инкубируют при температуре 37 (С [Bahmanyar C., Cavanaugh D. C., 1976] или 26–28 (С [Николаев Н. И., 1968; Апарин Г. П., Голубинский Е. П., 1989] и просматривают их каждый день. При наличии чумного микроба уже через 12–14 ч. на плотных средах отмечается его рост в виде "битого стекла" и мелких, плоских, прозрачных колоний ("кружевных платочков"; через 24–48 ч. появляются оформленные колонии (рис. 8). На дезоксихолатном агаре рост становится заметным не ранее 2 сут., когда обнаруживаются мелкие, красноватые колонии. Первые признаки роста в бульоне (нежные хлопья на дне пробирки; они появляются позже, чем рост на агаре. Для выделения культуры каплю бульона растирают по поверхности плотных питательных сред.
Остановимся еще на одном из методов, который позволяет быстро, в момент выделения, отличить неполевочью разновидность чумного микроба от его "двойника" (Y. pseudotuberculosis. Для этого поверх колоний на плотную питательную среду наливают тонкий слой того же, но полужидкого (0,7 %), агара, в который предварительно вносят культуру штамма Y. pseudotuberculosis серотипа I и чашки инкубируют 24 ч. при температуре 37 (С. Отбирают колонии с первого слоя среды, вокруг которых видны четкие зоны лизиса Y. pseudotuberculosis. Необходимо однако помнить, что лизис последнего могут вызывать, помимо чумного микроба, также Pseudomonas aeruginosa, Serratia marcescens и некоторые виды аэробных бацилл [Bahmanyar С., Cavanaugh C. D., 1976]. Подозрительные колонии отсевают для идентификации.
Поскольку нередко выделить чумной микроб путем прямого посева не удается, при исследовании больных или трупов обязательной является постановка биопроб [Николаев Н. И., 1968]. При этом для заражения лучше использовать два вида подопытных животных (морских свинок и белых мышей. Морские свинки имеют ряд преимуществ перед белыми мышами, но нечувствительны к заражению штаммами алтайского, закавказского нагорья, гиссарского или улегейского происхождения. В то же время белые мыши высокочувствительны к "мышиному" токсину и могут погибать от токсикоза еще до развития картины инфекции [Апарин Г. П., Голубинский Е. П., 1989]. Допускается также ставить биопробы на диких грызунах, выловленных в тех же местах, где проводился забор материала, и выдержанных в лаборатории не менее 30 с., но только если они дают отрицательный результат при предварительном определении антител к FI [Наумов А. В., Самойлова Л. В., 1992].
Способ заражения животных исследуемым материалом определяется степенью возможного загрязнения его посторонней микрофлорой. Когда материал свободен от загрязнений, например кровь больного, пунктат из невскрывшегося бубона или содержимое везикулы, пользуются методами подкожного, внутрикожного или внутрибрюшинного заражения; если же исследуют мокроту, слизь из зева, трупный материал или вытяжку из почвы, то их втирают в скарифицированную кожу морских свинок ("австрийский" метод). Иногда для повышения вероятности последующего выделения чумного микроба подкожное заражение животных комбинируют с введением эмульсии яичного желтка. В практике работы противочумных учреждений Сибири сухой желток используется с 1963 г. [Апарин Г. П., Голубинский Е. П., 1989]. Кроме того, для этих целей можно применять гидрокортизон или холерный экзотоксин [Наумов А. В., Самойлова Л. В., 1992].
Гибель биопробных животных наступает в разные сроки, в зависимости от содержания микробов в исследуемом материале и способов заражения. Дольше других живут морские свинки, зараженные "австрийским" способом (до 7-9-го дня), а мыши обычно погибают раньше, чем морские свинки. Так как некоторые животные иногда выживают, то рекомендуется их забивать на 7-10-й день после заражения.
Типичные для чумы патологоанатомические изменения (см. раздел 4.2) в зависимости от места инфицирования локализуются или во внутренних органах, или в подкожной клетчатке и регионарных лимфатических узлах, причём характер и интенсивность этих изменений во многом обусловливаются продолжительностью жизни животных.
В мазках-отпечатках из органов животных обнаруживается большое число биполярно окрашенных, овоидных палочек, а посевы дают обильный рост чумного микроба.
В тех случаях, когда рост возбудителя чумы в прямом посеве исследуемого материала отсутствует, а биопробные животные погибли, взвесь его органов вводят второму биопробному животному и исследование этого животного проводят так же, как и первого.
В свое время Комитет экспертов ВОЗ по чуме предложил следующие критерии для идентификации Y. pestis:
— наличие в мазках грамотрицательной, лишенной жгутиков (неподвижной) палочки с выраженной биполярной окраской;
— отсутствие спор;
— хороший рост на обычных питательных средах даже при ограничении доступа кислорода;
— ферментация глюкозы, но не сахарозы, лактозы и рамнозы (в течение 24 часов);
— положительная реакция на эскулин, но не мочевину;
— чувствительность к чумному бактериофагу при температуре 22 (С;
— патогенность для лабораторных животных (белых крыс, мышей и морских свинок) при введении любым способом в умеренных дозах.
В нашей стране рекомендуют другой набор критериев [Тинкер И. С. и др., 1970; Апарин Г. П., Голубинский Е. П., 1989; Наумов А. В., Самойлова Л. В. 1992]:
— типичная морфология клеток в мазках;
— морфология колоний на агаре и характер роста в жидких питательных средах;
— отсутствие подвижности;
— чувствительность к псевдотуберкулёзному и чумному фагу, включая диагностический фаг Л-413;
— отсутствие газообразования и характерное изменение среды Тимофеевой-Головачёвой;
— неспособность ферментировать рамнозу и расти из малых посевных доз на беспептонном агаре;
— вирулентность для морских свинок;
— наличие капсульного антигена (FI) и Р1.
Естественно, что при идентификации культур следует учитывать и те особенности культур чумного микроба, о которых говорится в разделах 3.1 и 3.4.
Перечисленных выше критериев обычно достаточно, чтобы отличить Y. pestis от других бактерий.
Чумной микроб отличается от кокков по морфологии клеток в мазках; от бактерий кишечно-тифозной группы (биохимическими свойствами и особенностями роста на питательных средах, а также патогенностью для лабораторных животных; от листерий и эризипелотриксов (по мазкам и характеру роста, в том числе на среде Тимофеевой-Головачёвой; от возбудителя туляремии (по отсутствию роста последнего на обычных питательных средах. Не сложна также дифференциация Y. pestis от P. multocida и других пастерелл [Домарадский И. В., 1971], а также Y. enterocolitica, Y. intermedia, Y. ruckeri, Y. frederiksenii и Y. kristensenii. Однако сложнее дело обстоит, когда нужно бывает отличить чумной микроб от Y. pseudotuberculosis. Необходимость в этом возникает, в частности, при исследовании грызунов, объектов окружающей среды и пищевых продуктов [Сомов Г. П., Литвин В. Ю., 1988]. Эта необходимость, в первую очередь, обусловливается тем, что в ряде случаев ареалы чумы и псевдотуберкулёза перекрываются, например, во Вьетнаме [Knapp W., 1969] или Сибири [Налётова Л. Е. и др., 1984] и Средней Азии [Радченко Г. А. и др., 1984]. В подобных случаях нередко от одних и тех же грызунов одновременно выделяются Y. pestis и Y. pseudotuberculosis [Карпузиди К. С., Дрожевкина М. С., 1941; Шамова А. М., 1959; Радченко Г. А. и др., 1984]. Кроме того, нельзя исключать завоз чумы туда, где псевдотуберкулёз эндемичен. Именно так, по-видимому, обстояло дело в Санткт-Петербурге (Ленинград) в 50-х годах, когда от крыс там изолировали микроб, который в момент выделения рассматривался как Y. pseudotuberculosis. [Сомова Н. М., Сергеев Н. А., 1957], а в последующем был отнесен к виду pestis [Тимофеева Л. А. и др., 1962]. Отсутствие разлитой эпизоотии чумы в Ленинграде в этом случае можно связать с тем, что соответствующие штаммы оказались авирулентными. Напомним также, что с конца 50-х годов стала известна новая форма псевдотуберкулёза (скарлатиноподобная лихорадка, вызывающая большие вспышки на Дальнем Востоке и в некоторых других районах России [Сомов Г. П. и др., 1990], а недавно описанная и на Западе [Krober M. et al., 1983]. Мы подчёркиваем это потому, что ранее наличие вспышек можно было считать характерным для чумы, но не для псевдотуберкулёза, относящегося к неконтагиозным инфекциям. Таким образом, до некоторой степени утратил дифференциальное значение такой признак чумы, как эпидемичность.
Еще одной иллюстрацией затруднений, которые иногда встречаются на пути дифференциации Y. pestis и Y. pseudotuberculosis, является случай, описанный S. Quan и соавт. [1965]. В их статье речь шла о штаммах, выделенных на Аляске от Lepus americanus. Эти штаммы были зарегистрированы ВОЗ как Y. pestis, но при тщательном изучении авторами статьи оказались Y. pseudotuberculosis. Ошибка была связана с тем, что первоначальное заключение основывалось только на результатах люминесцентно-серологического анализа.
Заметим однако, если имеют дело с неизмененными штаммами возбудителя псевдотберкулеза, то для отличия от них штаммов чумного микроба достаточно тестов указанных выше. В сомнительных же случаях дополнительную информацию можно получить на основе данных табл. 18.
Другие лабораторные методы диагностики чумы см. в разделе 4.6.
4. Клинические аспекты чумы
4.1 Общая картина патогенеза
Заражение человека чумой может происходить через различные входные ворота: кожу, слизистые оболочки глаза, рото-глотки, дыхательных путей, желудочно-кишечного тракта, что в значительной мере определяет клиническую форму заболевания. Тем не менее независимо от места и характера первичных изменений все формы имеют выраженную тенденцию к генерализации процесса, которая часто приводит к сепсису.
Как указывал В. Н. Лобанов [1956], "в подавляющем большинстве случаев в области заражения не происходит видимых изменений. Правда, известны отдельные вспышки и эпидемии, при которых первичные изменения кожи наблюдались у большого числа больных". К ним, в частности, относятся вспышки, описанные T. Butler [1983]. В общем, по данным Г. П. Руднева [1938], на долю кожной формы чумы приходится лишь 3–4 % всех случаев. Причина этого до сих пор не ясна. Возможно, прав был Н. Н. Жуков-Вережников [1945], который отсутствие местных изменений связывал с "фибринолизином" чумного микроба, препятствующим образованию "более или менее плотной фибринозной структуры воспалительного очага". Действительно, многие исследователи, занимавшиеся патологической анатомией чумы, неоднократно отмечали почти полное отсутствие фибрина в воспалительных очагах.
Из всех кожных пороявений при чуме наиболее примечательным является карбункул. Его развитию предшествует подвижный инфильтрат, довольно отчетливо выступающий над поверхностью кожи. Затем вокруг него образуется обширный отёк. Очаг становится плотным, напряженным, над ним возникает везикула или папула, а позднее он подвергается некрозу.
Согласно Н. Н. Жукову-Вережникову[1945], последующее развитие бубонной чумы осуществляется путем переноса её возбудителя: а) током лимфы от места внедрения в организм до регионарного фагоцитарного барьера (лимфатического узла; б) кровью?от регионарного лимфатического узла до "кровеносного барьера" ретикуло-эндотелиальной системы (селезенки и печени (стадия бактериемии); в) от селезенки и печени до "забарьерных клеточных систем" (генерализация).
Заболевание может остановиться на любой стадии, но все же "чаще имеет тенденция в переходу в третью".
Проникнув в регионарный лимфатический узел, микроб интенсивно размножается и вызывает воспалительный процесс с геморрагической инфильтрацией, который захватывает все соседние лимфатические узлы и прилегающую к ним подкожную клетчатку; образуется своеобразный конгломерат, составляющий первичный бубон первого порядка. Если же Y. pestis, прорвав этот барьер, током лимфы переносится в другие лимфатические узлы и вызывает в них воспаление, то возникают первичные бубоны второго порядка. Число лимфатических узлов, вовлекаемых в патологический процесс, варьирует и зависит от "той площади, с которой собирает лимфу данный узел" [Руднев Г. П., 1970], а их локализация связана с местоположением входных ворот, которые из-за частого отсутствия лимфангитов при чуме иначе выявить трудно. Более тяжёлым считается прогноз при развитии шейных шейных (они чаще бывают у детей), подмышечных и паховых бубонов.
В процессе развития бубонов, наряду с экссудативными изменениями, обычно происходит гиперплазия элементов РЭС, сопровождающаяся некробиозом и некрозом. При этом бубоны буквально заполнены микробами, которых особенно много в субкапсулярных синусах [Высокович В. К., 1897; Кишенский Д. П. и др., 1911; Пожариский И. Ф., 1911; Лобанов В. Н., 1956; и др.]. Аналогичная картина наблюдается в клетчатке, окружающей бубоны. В ней к тому же скапливается большое количество серозного или геморрагического экссудата, расслаивающего ткани. Здесь также видны огромные скопления бактерий, располагающиеся главным образом вокруг сосудов и капилляров. В последующем, если больной не погибает, может начаться нагноение бубонов. Некоторые авторы, например, T. Aoyama [1896], полагают, что это обусловливается не возбудителем, а вторичной микрофлорой. По данным В. Н. Лобанова, гнойная инфильтрация встречается очень редко; напротив, постоянно отмечается полное или почти полное отсутствие полиморфноядерных лейкоцитов. На этом основании он считал, отсутствие нагноения бубонов плохим прогностическим признаком.
Глубокие изменения в стенках кровеносных сосудов и капилляров в первичных бубонах в сочетании с множеством микробов внутри и вокруг них имеют важное патогенетическое значение, как фактор, определяюший бактериемию и развитие сепсиса.
В отличие от первичных бубонов вторичные развиваются гематогенным путем и их появление свидетельствует о начавшейся генерализации процесса. Вполне понятно поэтому, что они могут возникать всюду, где есть лимфатические узлы. Впрочем, тут нельзя не отметить оригинальную точку зрения Г. П. Руднева [1970]: "Бубоны (вторичные, примеч. авт.) могут быть не только бактериогенного (метастатического), но и токсигенного происхождения с отрицательными бактериологическими анализами…". Так или иначе, но изменения во вторичных бубонах бывают менее глубокими и обширными, чем в первичных. Как правило, вторичные бубоны не сопровождаются периаденитами, имеют меньшие размеры и бывают множественными. Причину этого легко понять, если вспомнить, что за генерализацией процесса часто следует летальный исход и вторичные бубоны не успевают полностью "созреть". Помимо вторичных бубонов, показателем начавшейся генерализации инфекции служит вовлечение в процесс печени и селезенки.
Что касается причин генерализации процесса, то здесь многое еще не ясно. Возможно, одна из них кроется в особой вирулентности микроба, преодолевающего на своем пути все барьеры. Иногда генерализация наступает, когда первичные бубоны уже сформировались (вторичный сепсис), а в других случаях она развивается в первые часы или 1? 2-й день от начала заболевания (первично-септическая форма).
Кроме сепсиса, следствием генерализции является вторичная пневмония. С позиций эпидемиологии это самое серьезное осложнение бубонной чумы, поскольку больной становится непосредственным источником инфекции, причиной возникновения первичной лёгочной чумы с аэрозольным механизмом передачи возбудителя. Недаром Г. П. Руднев [1938] вторичную пневмонию относил к "внешне-диссеминированным" клиническим формам чумы.
Склонность к пневмониям при чуме мы связываем с двумя причинами. Во-первых, ей всегда сопутствует бактериемия, вследствие которой попадающий в кровоток возбудитель прежде всего сталкивается с легочной тканью, где он задерживается лимфатическим аппаратом. Во-вторых, судя по экспериментальным данным [Домарадский И. В., 1966], большую роль играет токсический фактор, для которого легкие являются locus minoris resistantiae. Последнее особенно важно. Иначе чем еще объяснить такие симптомы, как учащенное дыхание, чувство давления в груди во время вдохов, легкое покашливание и рассеянные сухие хрипы в легких даже при неосложненной форме бубонной чумы? С интоксикацией же, скорее всего, связан и отек легких, который "иногда развивается совсем неожиданно и поразительно быстро" [Руднев Г. П., 1938]. На это указывали еще К. Г. Доризо и М. И. Исакович [1912], причём они подчеркивали, что "отёк легких наступал и у таких больных, у которых не было явлений пневмонии". По наблюдениям Wu Lien-teh и соавт. [1936], в отдельных случаях отёк легких может развиваться раньше, чем появляются бубоны, что расценивали как "пульмонарный" тип первичной пневмонии. Небезынтересно, что подобные поражения легких нередко наблюдаются и при экспериментальной чуме [Донсков В. В., 1944].
Долгое время считали. что основная причина гибели людей от чумы кроется в поражении сердца. "Чума убивает через сердце" (этот тезис красной нитью проходит через работы многих исследователей. Наряду с этим встречаются данные, согласно которым основная причина гибели людей усматривается в поражении сосудов.
Вопрос о том, что поражается в первую очередь (сердце или сосуды, имеет большое практическое значение, поскольку от правильного ответа на него зависит терапия больного. К сожалению, сердечную недостаточность с застоеем крови в венах перед сердцем (выше сердца по току крови) и сосудистую недостаточность с уменьшением поступления крови к сердцу раньше не всегда могли строго разграничивать. Однако, сейчас, когда стали доступны инструментальные методы обследования больных и проведены многочисленные эксперименты на животных [Домарадский И. В., 1966], основную причину расстройства кровообращения при чуме, как и при ряде других инфекций, стали относить к поражению сосудистого аппарата, а изменения деятельности сердца интерпретируют как результат развития cor pulmonale. Итоак, подтверждается мнение многих старых авторов о том, что смерть при чуме наступает в результате коллапса.
Весьма вероятно, что развитие сосудистых расстройств при чуме в значительной мере определяется поражением надпочечников, впервые описанным А. Н.Червенцовым [1904] и позднее служившим предметом изучения на животных В. В. Донсковым [1939]. По данным последнего, помимо разрушения клеток эндотелия капиллиров, в глаза бросаются изменения в клетках паренхимы коры и мозгового вещества надпочечников (зернистая и вакуольная дистрофия). Это особенно интересно в связи с данными А. Г. Кратинова и В. П. Гольмова [1959], согласно которым при смертельной чумной интоксикации у белых крыс в надпочечниках снижается содержание адреналина. К сказанному надо добавить и данные T. C. Montie [1981] о том, что "мышиный" токсин (см. выше) действует как (-адреноблокатор. Таким образом, поражения мозгового вещества надпочечников в сочетании с блокадой (-адренорецепторов токсином и повсеместными глубокими морфологическими изменениями в кровеносных сосудах вполне достаточно, чтобы объяснить причину коллапса при чуме.
В отличие от отечественных авторов, выявивших изменения в корковом веществе надпочечников, N. J. Ehrenkranz и L. P. White [1954] на основании опытов на обезьянах с лёгочной чумой пришли к заключению о том, что кора надпочечников сохраняет свою функцию неизмененной на протяжении всей болезни. Именно с этим они связывают отсутствие терапевтического эффекта от кортизона при чуме у людей и обезьян.
При летальном исходе у больных чумой могут встречаться фибриновые тромбы в капиллярах клубочков извитых канальцев. Это очень сходно с тем, что отмечается в почках при генерализованном феномене Шварцмана, вызванном повторным введением эндотоксинов. Сходство картины поражения почек при чуме и феномене Шварцмана привело M. S. Finegold [1968] к предположению о том, что для больных чумой фатальным фактором является эндотоксемия, влекущая за собой развитие тромбоза в сосудах почек и других органах. Кстати, присутствие специфического эндотоксина в крови больных чумой доказано T. Butler и сотр [1973].
При чуме печени всегда поражается печениь и клинически это выражается по-разному. Чаще на заинтересованность печени указывают её увеличение и умеренный подъем уровня характерных ферментов, например глутамат-аспартат-трансаминазы, и концентрации билирубина в крови, а в тяжёлых случаях (явления печеночной недостаточности. У коматозных больных это даже приводило к ошибочному диагнозу синдрома Рейе [Butler T., 1983].
У некоторых больных при бубонной чуме отмечается спленомегалия, что не удивительно, если вспомнить о роли селезенки как важного барьера на пути распространения чумного микроба.
О состоянии костного мозга при чуме известно не так уж много. Из общих изменений, которые отмечены, обращают на себя внимание гиперплазия, гиперемия, кровоизлияния и обилие бактерий. К этому можно добавить указание М. Б.Станишевского (1911) на изменения клеточного состава костного мозга, выражающиеся в увеличении числа эозинофильных миелоцитов и мегакариоцитов, "иногда до громадного их числа". По мнению А. М. Скородумова и А. А. Стукова [1928], возникающие при бубонной чуме изменения в картине крови (появление мегало-и нормобластов, увеличение числа эозинофилов, палочкоядерных и юных форм) свидетельствуют о "чрезвычайной раздражительности "костного мозга, вызванной "чумным токсином".
Признаки поражения нервной системы являются постоянными спутниками чумы и наблюдаются во всех стадиях болезни. В тяжёлых случаях они иногда настолько выражены, что налагают характерный отпечаток на всю клиническую картину [Афанасьев М. И., Вакс П. Б., 1904; Доризо К. Г., Исакович М. И., 1912; Широкогоров И. И., 1933; Скородумов А. М., 1937; Руднев Г. П., 1938; и др.]. Однако патогенез нарушений функций нервной системы до сих пор изучен слабо. Тем не менее можно смело утверждать, что основную оль при этом играет интоксикация Примечательно, что патологоанатомические изменения мозга у людей, умерших от чумы, обычно неадекватны клиническим нарушениям деятельности ЦНС [Тизенгаузен М., 1911].
Как указывал И. И. Широкогоров [1933], при сравнении картины бубонной чумы при различных эпидемиях обращают на себя внимание " различия в поражении нервной системы, стоящие в зависимости от неодинаковой токсичности микробов" и кроме того,? зависимость степени поражения нервной системы от тяжести заболевания [Златогоров С. И., 1915; Руднев Г. П., 1938].
Остановившись на описании поражений нервной системы, нельзя обойти молчанием такое грозное осложнение её, как менингит, который в старое время вызывал поголовную гибель больных; особенно часто от чумного менингита умирали дети. Поражение мозговых оболочек чаще всего присоединяется лишь через 1–2 нед. от начала заболевания, но возможно и раньше. В последнем случае приходится говорить об особой форме чумы (менингеальной.
Помимо менингита, в качестве осложнений при чуме встречаются невриты, гемиплегии, параплегии, параличи мягкого нёба, лицевого, блуждающего и возвратного нервов с последующими афонией, мутизмом и афазией, а также психозы [Афанасьев М. И., Вакс П. Б, 1904; Широкогоров И. И., 1933; Скородумов А. М., 1937; и др.].
Патофизиологические аспекты экспериментальной чумной интоксикации рассматривались нами ранее [Домарадский И. В., 1966] и хотя с тех пор прошло более 30 лет, добавить к ним даже сейчас почти нечего.
Нарисовав общую картину патогенеза чумы, следует остановиться на частных, но кардинальных вопросах.
Как нам кажется, разобраться во всех особенностях патогенеза чумы можно только в том случае, если помнить, что её возбудитель относится к числу факультативных внутриклеточных паразитов, который обладает механизмами, необходимыми для вхождения в клетки профессиональных фагоцитов и противодействия губительному влиянию внутриклеточных ферментов.
Скорее всего, вхождение чумного микроба в клетки осуществляется по "инициативе" микроба, путем так называемого "parasite-specified endocytosis" [MoulderJ. W., 1985]. Этот процесс не требует от него наличия специализированных органелл, что характерно, например, для малярийного плазмодия, но сопряжен с затратой энергии. Попав внутрь клетки, чумной микроб, чтобы выжить, из двух возможных путей (высвобождение из фаголизосомы и приобретение резистентность к лизосомальным ферментам. (выбирает второй. После размножения в клетках и выхода из них, он проникает в новые клетки. Таким образом, выживание внутри профессиональных фагоцитов является характерной особенностью вирулентных штаммов чумного микроба, подмеченной еще И. И. Мечниковым [1903] и подтвержденной Г. С. Кулешой [1915]. Последний писал, в частности: "В некоторых случаях, с самого начала воспаления наблюдается под влиянием агрессивной силы чумных бацилл извращение фагоцитоза, причем тела погибших фагоцитов превращаются в очаги, из которых бациллы прорастают в окружающую ткань".
Надо сказать, что сведения, получаемые от клиницистов и патологоанатомов относительно фагоцитоза при чуме и роли отдельных типов фагоцитов в борьбе с её возбудителем, не всегда однозначны. Однако, по мнению. В. Н. Лобанова [1956], эту неоднозначность нетрудно объяснить, если принять во внимание, что патологоанатомы, исследуя бубоны умерших от чумы людей, не имеют возможности наблюдать ранние изменения. "Явления фагоцитоза, (говорил он, (могут иметь место только в тех случаях, когда изменения не дошли до полного разрушения тканей и когда хотя бы в отдельных участках сохранились скопления пролиферирующих клеток ретикуло-эндотелия". В этой связи более точная информация может быть получена на основании экспериментального изучения взаимоотношений мутантов чумного микроба с фагоцитами нормальных и иммунных животных in vitro и in vivo. Но и здесь мы сталкиваемся с рядом несоответствий и противоречий, в которых предстоит еще разобраться. С одной стороны, бесспорной является принадлежность чумного микроба к числу факультативных внутриклеточных паразитов, о чем мы говорили выше. С другой стороны, широко обсуждается вопрос об "антифагоцитарных" свойствах этого микроорганизма.
К числу основных антифагоцитарных факторов чумного микроба принадлежит FI. Одной из её особенностей является то, что она образуется при 37 (С, но не при 26 (С. Поэтому в организме блох, имеющих температуру окружающей среды, микроб капсулу не образует и, следовательно, может захватываться лейкоцитами. Однако в организме теплокровного животного, после нескольких циклов размножения, оставшиеся живые клетки приобретают капсулу и становятся устойчивыми к фагоцитозу.
Подходы к выяснению механизма антифагоцитарной активности FI были найдены R. C. Williams и соавт. [1972]. По их данным, он может заключаться во взаимодействии FI с термолабильными опсонинами сыворотки, в результате чего компоненты С4 и С2, как и весь комплемент, инактивируются. Возможно, что здесь играет роль также антигенная мимикрия, о которой говорят V. Za'vyalov и соавт. [1996].
Существенное уточнение роли FI в фагоцитозе при чуме получено W. A. Janssen и M. J. Surgalla [1969]. Они показали, что даже бескапсульные вирулентные и авирулентные микробы способны выживать в нейтрофилах и макрофагах после инокуляции в перитонеальную полость морских свинок. Внутриклеточно расположенные микробы продолжали размножаться и после того, как фагоциты извлекали из организма животных и поддерживали in vitro. На этом основании авторы пришли к заключению, что выживание и размножение внутри фагоцитов более существенно для микроба, нежели противодействие захвату фагоцитами. Кстати, условия опытов W. A. Janssen и M. J. Surgalla весьма напоминают те условия, которые возникают при укусе животных блокированными блохами. Сходство усугублялось тем, что образование FI у использованных авторами штаммов наблюдалось лишь после того, как начиналось их размножение в фагоцитах. С этого момента начиналось беспрепятственное распространение бактерий в организме. Указанная последовательность событий согласуется с результатами опытов D. C. Cavanaugh и R. Randell [1959], показавших, что некапсулированные варианты чумного микроба захватываются нейтрофилами и погибают в них, однако часть клеток попадает в мононуклеарные фагоциты, благодаря чему и наступает заражение; если бы фагоцитоз осуществлялся только полиморфноядерными лейкоцитами, то трансмиссивный путь передачи чумы был бы невозможен (или мало эффективен). Не случайно поэтому столько усилий тратится на изучение взаимоотношений чумного микроба именно с макрофагами.
Как установили S. C. Straley и P. A. Harmon [1984a, b], в перитонеальных макрофагах мышей чумной микроб находится внутри фаголизосом и размножается в них, причем для этого не требуются такие детерминанты вирулентности микроба, как способность к пигментообразованию, Vwa или пестицин. Далее выяснилось, что плазмида "вирулентности" требуется чумному микробу не столько для персистенции, сколько для размножения [Charnetzky W. T., Shuford W. W., 1985, 1986]. При этом особое значение имеет сохранение у плазмиды области, которая контролирует зависимость микроба от ионов кальция. Интересно также, что клетки чумного микроба с плазмидой "вирулентности" и без неё не отличались по реакции на перекись водорода и супероксидный анион и что "окислительный взрыв" в случае обоих вариантов чумного микроба был значительное меньшим, чем при фагоцитозе кишечной палочки.
Несмотря на все сказанное, устойчивость чумного микроба к фагоцитозу не является абсолютной. Во-первых, даже в неиммунном организме фагоциты часто с ним "справляются". Во-вторых, как правило, эффективность фагоцитоза существенно возрастает по мере развития иммунитета. Для того чтобы понять причину этого надо вспомнить некоторые особенности клеточного иммунитета, присущего, в частности, и чуме. Мы имеем виду гетерогенность его макрофагального звена. Установлено, что свойства макрофагов варьируют в зависимости от вида и линии животных, от их локализации в данном организме и даже внутри одной и той же ткани; субпопуляции макрофагов существенно различаются по своей морфологии, размерам, фагоцитарной способности, экспрессии на поверхности Fc- и C3-рецепторов, антигенов Ia и дифференциации их по иммунорегуляторной активности [Кашкин К. П., Караев З. О., 1984: Шевак И. М., 1987: Паркер Ч. В., 1989; и др.]. Естественно поэтому, что в организме человека чумной микроб сталкивается с такой же ситуацией. Как показала, в частности, Г. И. Васильева [1990], киллерная способность у альвеолярных макрофагов существенно ниже, чем у перитонеальных, что и объясняет более тяжелое течение легочной чумы. 17 Впрочем, при оценке этих и подобных фактов следует иметь в виду, что опыты in vitro не полностью моделируют, условия, возникающие в организме. Так, по данным T. W. Charnetsky и W. W. Shuford [1985], завершённость фагоцитоза в перитонеальной полости мышей была выше, чем в макрофагах, которые поддерживали in vitro. Очевидно, нужны были еще какие-то дополнительные "опсонизирующие" факторы. На это указывает усиление киллерной активности макрофагов в процессе развития иммунитета, причем большое значение имеет способ вакцинации. По данным Г. И. Васильевой [1990], при подкожной вакцинации животных живой вакциной EV усиление киллерной активности сопровождается изменением "композиции" субпопуляций перитонеальных макрофагов. В то же время у альвеолярных макрофагов при этом наблюдается "секвенционный" характер активации, не затрагивающий бактерицидную активность клеток и не сопровождающийся перераспределением их субпопуляций, хотя то и другое происходит при вакцинации через дыхательные пути.
От клеток макрофагальной системы полиморфноядерные лейкоциты отличаются большей однородностью и отсутствием прямых кооперативных связей с другими звеньями иммунной системы, но и их фагоцитарная активность возрастает по мере развития иммунитета. Здесь же вполне уместно указать, что антимикробный потенциал лейкоцитов (напряженность их окислительного метаболизма, активность миелопероксидазы и степень бактерицидости катионного белка (Zh. M. Isin и B. M. Suleimenov [1987] увязывают с видовой чувствительностью животных к чуме.
Между обоими типами фагоцитов имеется еще одно отличие: макрофаги поглощают клетки чумного микроба независимо от того, при какой температуре они выращиваются (26 (С или 37 (С), тогда как нейтрофилы легче поглощают микробы и "расправляются" с ними, если их культивируют при 37 (С [Burrows T. W., Bacon G. A., 1956a; Cavanaugh D. C., Randall R, 1959; Janssen M. W., Surgalla M. J., 1969].
Относительно недавно появились данные о наличии у Y. pestis пилей адгезии, которые образуются микробом при рН, сравнимом с таковым в фаголизосомах. Образование пилей происходит через 18 ч. от начала контакта "апилированных" клеток штамма EV с монослоем нативных (но не инактивированных) макрофагов из перитонеального экссудата мышей и морских свинок. Очищенные пили обладают цитотоксическим действием и тормозят переваривающую активность макрофагов [Водопьянов С. О. и др., 1985]. Надо отметить, что цитотоксическое действие чумного микроба на макрофаги было уже описано [Goguen J. D. et al.,1986], однако "материальный субстрат", ответственный за этот эффект остался "за кадром". Если данные С. О. Водопьянова и соавт. подтвердятся, то можно будет говорить о наличии у чумного микроба еще одного фактора вирулентности. В то же время они послужат дальнейшим вкладом в идею о том, что свойства бактерий, о которых мы привыкли судить по результатам опытов in vitro, существенно отличаются от свойств, приобретаемых ими in vivo (см. раздел 4.1.3). Однако следует выяснить, какие взаимоотношения существуют между "пилями", описанными С. О. Водопьянов и сотр, и теми, о которых говорится в разделе о pH6Ag.
Предположение о наличии токсина у Y. pestis возникло еще у А. Иерсена вскоре после открытия им этого микроба. "Токсин чумы существует, (писал он, (я мог бы его получить из культур и я думаю его изучить позднее, но теперь (речь шла об эпидемии 1894 г. в Гонконге, примеч. авт.) чума слишком страшна, чтобы мы мечтали о чем-либо другом, как не о приготовлении противочумной сыворотки, не сосредоточившись на механизме её действия" [цит. по Щербачёву Д., 1901]. Тем не менее наличие токсина у чумного микроба было вскоре подтверждено рядом исследователей, из числа которых особого упоминания заслуживают Желтенков [1940, 1946], H. Albrecht и A. Ghon [1898], A. Lustig и G. Galeotti [1897], Markl [1898] и E. Wernike [1898]. Они доказывали наличие токсина разными методами, но общим в их работах было то, что к соответствующим препаратам были чувствительны все лабораторные животные. К сожалению, ни один из описанных тогда методов не был воспроизведен в последующем [подробнее об этом см. у Домарадского И. В., 1966].
Дискуссии вокруг чумного токсина продолжались до начала 50-х годов, когда, казалось, работа E. S. Baker и соавт. [1952] должна была положить им конец. Действительно, очень быстро после этого мышиный токсин (см. раздел 3.6) был очищен до гомогенного состояния и появилась возможность изучить механизм его действия. Однако результаты многочисленных исследований не оправдали надежд.
Как показали опыты S. Kadis и соавт.[1963, 1965] и J. H. Rust и сотр [1963], мышиный токсин ингибирует дыхание митохондрий клеток миокарда, чувствительных к токсину мышей и морских свинок, но не действует на митохондрии миокарда крыс, собак и обезьян, которые к этому токсину резистентны. У чувствительных к токсину животных введение токсина вызывает изменение на ЭКГ сегмента S-T, Все это было расценено как результат торможения переноса электронов на уровне коэнзима Q и нарушения транспорта ионов кальция и неорганического фосфора. Однако для индукции указанных изменений в митохондриях требовались такие дозы токсина, которые сравнимы с летальными дозами для мышей. Поэтому возникло сомнение в том, что действительная причина гибели животных кроется в нарушении метаболизма миокарда. К тому же стало известно, что их смерть при экспериментальной интоксикации наступает на фоне расстройства периферического кровообращения [Hildebrand G. J. et al., 1966]. В итоге T. C. Montie и соавт. [1975], S. D, Brown и T. C. Montie [1977] выдвинули другую гипотезу. Согласно новой гипотезе, мышиный токсин является антагонистом (-адреногенной активности и, вероятно, также антагонистом цАМФ. Основываясь на данных о том, что введение мышам 3 мкг токсина вызывает существенное уменьшение уровня глюкозы и жирных кислот в крови, они постулировали наличие у токсина выраженного инсулиноподобного эффекта. Однако измерение соответствующей активности показало, что при интоксикации в крови она не меняется. Введение отравленным мышам глюкозы или эпинефрина не отражалось на состоянии животных, но введение вместе с токсином дибутирил-цАМФ, глюкагона или кортизона уменьшало токсичность. Кроме того, токсин блокировал способность эпинефрина повышать в крови уровень сахара и свободных жирных кислот. Все это подтвердило мнение о том, что токсин является (-адреноблокатором.
Механизм анти-(-адреногенного действия токсина был подвергнут более подробному анализу. Когда холерный токсин вводится животным, он вызывает повышение уровня цАМФ почти во всех клетках за счёт активации аденилатциклазы. Если одновременно с холерным токсином вводится летальная доза мышиного токсина, то летальность мышей уменьшается. Хотя мышиный токсин предотвращает увеличение концентрации свободных жирных кислот в плазме, индуцируемое эпинефрином, он не оказывает такого эффекта при наличии цАМФ, действующего подобно эпинефрину. Эпинефрин и другие (-адреналовые агонисты в клетках, обладающих (-адреногенными рецепторами, повышают содержание цАМФ. Поскольку токсин блокирует действие эпинефрина, но не цАМФ, предполагается, что точка приложения действия токсина лежит выше локализации аденилатциклазы. Дальнейшие доказательства действия мышиного токсина на цАМФ T. C. Montie [1981] получил в опытах на мышах, которым вводили сыворотку против цАМФ; чувствительность мышей к токсину при этом изменялась.
Для того чтобы лучше понять значение мышиного токсина для патогенеза чумы из вирулентного штамма 358 чумного микроба были селекционированы бескапсульные клоны, нетоксичные для мышей. С одним из таких клонов В. Н. Метлин [1968] провел опыты на мышах и морских свинках, которым вводились разные дозы инфекта (от 2 до 200 Dcl). Против ожидания, почти все подопытные животные погибли от типичной чумы. На этом основании и на основе некоторых других данных В. Н. Метлин пришел к выводу, что "мышиный токсин, "во-первых, не является ведущим фактором в патогенезе чумной инфекции у белых мышей и морских свинок, во-вторых, не определяет вирулентные свойства возбудителя чумы и, наконец, практически не имеет значения в становлении противочумного иммунитета при активной иммунизации указанных видов животных".
Несмотря на то, что опыты В. Н. Метлина были обставлены рядом контролей их результаты считать достаточно убедительными нельзя, так как в них нельзя было исключить реверсии свойств штаммов in vivo. Иначе пришлось бы признать, что в патогенезе чумы не играет роли не только мышиный токсин, но и FI. Для того чтобы разобраться в этом? надо было поставить еще один контроль, а именно исследовать культуры, выделенные от павших животных, на наличие или отсутствие у них обоих факторов. Уже после работы В. Н. Метлина стали известны факты о существовании в природе FI- штаммов чумного микроба, сохраняющих частичную вирулентность, и о выделении бескапсульных штаммов от больных людей и животных [Williams J. E. et al., 1975, 1978]. Не исключено, что то же относится и к "мышиному" токсину.
В общем, истинная роль мышиного токсина при чуме до сих не вскрыта. Неудивительно поэтому, что основное внимание исследователи переключили на чумной эндотоксин (ЛПС).
По данным D. A. Davies [1956], ЛПС чумного микроба обладает пирогенностью для кроликов и убивает мышей, хотя его токсичность намного меньше таковой других ЛПС. Интересно отметить, что очищенный ЛПС другого микроба, который ранее объединялся в один род с чумным микробом и вызывает сходную клиническую картину заболевания у грызунов, а именно Francisella tularensis, столь же мало токсичен (собственные данные).
Последующее изучение ЛПС чумного микроба показало, что in vivo и in vitro он вызывает изменения, которые во многом сходны с таковыми в случае ЛПС других грамотрицательных бактерий, а именно "двугорбую" лихорадку у кроликов, летальный шок, повреждение сосудов и геморрагии в почках, печени и других органах, локализованные и общие реакции Шварцмана у кроликов, желатинизацию крабового лизата и активацию митоза в В-лимфоцитах селезенки мышей [Cocking E. C. et al., 1960; Walker R. V., 1968; Albizo J. M., Surgalla M. J, 1970], Как и в случае других ЛПС, эффекты чумного ЛПС не выявляются после обработки его полимиксином [Butler T. et al., 1973].
Поделиться книгой: